Atividade prática Microbiologia básica

OBJETIVOS
A proposta desta atividade prática está amparada nos seguintes objetivos:
– Refletir sobre a técnica da lavagem das mãos e despertar o raciocinio crítico sobre
essa temática;
– Compreender a importância da antissepsia das mãos nos serviços de saúde;
– Compreender a classificação morfotintorial das bactérias com base na coloração de
Gram;
– Conhecer as características e propriedades biológicas dos principais microrganismos
causadores de infecções em seres humanos;
– Identificar macro e microscopicamente as estruturas de uma cultura de fungos;
– Conhecer os procedimentos envolvidos na realização de um antibiograma pelo
método de difusão em disco (Método de Kirby-Bauer);
– Verificar a importância da solicitação de um antibiograma na prática médica.
RECURSOS
Computador com acesso à internet e ao ambiente virtual.
PROCEDIMENTOS PRÁTICOS
Atividade proposta 1
Lavagem das mãos.
Procedimentos para a realização da atividade
1) Antes da técnica da lavagem das mãos, você irá compreender o preparo do álcool
70%, um antisséptico muito utilizado na técnica de lavagem das mãos.
2) Você utilizará o laboratório virtual ALGETEC:
3) Clique em: Microbiologia e Imunologia.
4) Clique em: Etanol 70% e lavagem das mãos;
Materiais necessários:
• Pisseta (500 mL) com água destilada;
• Pisseta (500 mL);
• Proveta (500 mL);
• Funil;
• Álcool 96%;
• Caneta marcadora;
• Bastão de vidro;
• Sabonete líquido;
• Papel toalha.
6) Selecionando o experimento: Selecione entre as opções “Preparo de etanol 70%” (1),
“Lavagem de mãos: Modo instrucional” (2) e “Lavagem de mãos: Modo experimental”
(3).
– Escolha a prática selecionando a prática “1”, “2” ou “3”.
– Selecione a prática “Preparo de etanol 70%” clicando como o botão esquerdo do
mouse.
✓ SEGURANÇA DO EXPERIMENTO:
– Lave as mãos. Coloque os equipamentos de proteção individual localizados no “Armário
de EPIs”.
– Lave as mãos clicando na transmissão com o botão esquerdo do mouse.
– Visualize o armário de EPIs clicando com o botão esquerdo do mouse na câmera com
o nome “Armário de EPIs” ou através do atalho do teclado “Alt+2”.
– Abra o armário de EPI clicando com o botão esquerdo do mouse sobre as portas.
– Selecione os EPIs necessários para a realização do ensaio clicando com o botão
esquerdo do mouse sobre eles. Nesse experimento, é obrigatório o uso de jaleco, luvas,
óculos proteção e máscara.
– Feche as portas do armário de EPIs clicando com o botão esquerdo do mouse sobre
elas.
– Visualize a bancada clicando com o botão esquerdo do mouse na câmera com o nome
“Bancada” ou através do atalho do teclado “Alt+3”.
✓ PREPARANDO O ETANOL 70%
– Mova o álcool 96% para a proveta e mensure 364,6 mL de álcool, coloque o álcool na
bancada. Mova a pisseta com água destilada para a proveta e complete o volume de
500 mL da proveta. Homogeneíze a solução com o bastão de vidro.
– Mova o álcool 96% para a proveta clicando no álcool com botão esquerdo do mouse.
– Preencha 364,6 mL do álcool na proveta com álcool ao clicar e pressionar no álcool
com o botão esquerdo do mouse.
– Visualize a escala da proveta clicando na proveta com o botão esquerdo do mouse.
– Direcione o álcool para a mesa clicando no álcool com o botão direito do mouse.
– Direcione a pisseta com água destilada para a proveta clicando na pisseta com o botão
esquerdo do mouse.
– Complete o volume da proveta até a marcação de 500 mL clicando e pressionando na
pisseta com o botão esquerdo do mouse.
– Homogeneíze a solução com o botão de vidro clicando no bastão de vidro com o botão
esquerdo do mouse.
– Direcione o funil para a pisseta. Mova a proveta para a pisseta com o funil e preencha
com a preparação de álcool 70%. Identifique a pisseta direcionando a caneta. Mova o
bico da pisseta para tampar a pisseta.
– Coloque o funil na pisseta clicando no funil com o botão esquerdo do mouse.
– Preencha a pisseta com o álcool 70% clicando na proveta com o botão direito do mouse
e selecione a opção “Derrame na pisseta”.
– Retire o funil da pisseta clicando no funil com o botão esquerdo do mouse.
– Identifique a pisseta clicando na caneta com o botão esquerdo do mouse.
– Tampe a pisseta clicando no bico com o botão esquerdo do mouse.
✓ LAVANDO AS MÃOS
– Selecione a opção “Lavagem de mãos – Modo experimental” (3). Lave as mãos e
coloque os equipamentos de proteção individual localizados no “Armário de EPIs”.
Selecione as imagens da lavagem de mãos em ordem correta. Clique no botão “>” e
observe a lavagem correta das mãos.
– Selecione a “engrenagem” clicando em “Opções” com o botão esquerdo do mouse.
– Reinicie o experimento clicando em “Reiniciar experimento” com o botão esquerdo do
mouse.
– Selecione a prática “Lavagem das mãos: Modo experimental” clicando como o botão
esquerdo do mouse.
– Visualize o armário de EPIs clicando com o botão esquerdo do mouse na câmera com
o nome “Armário de EPIs” ou através do atalho do teclado “Alt+2”.
– Abra o armário de EPI clicando com o botão esquerdo do mouse sobre as portas.
– Selecione o EPI necessário para a realização do ensaio clicando com o botão esquerdo
do mouse sobre eles. Nesse experimento, é obrigatório o uso do jaleco.
– Feche as portas do armário de EPIs clicando com o botão esquerdo do mouse sobre
elas.
– Visualize a pia clicando com o botão esquerdo do mouse na câmera com o nome “Pia”
ou através do atalho do teclado “Alt+1”.
– Selecione as etapas de higienização das mãos clicando nas imagens com o botão
esquerdo do mouse.
– Inicie a higienização das mãos clicando no botão “>” com o botão esquerdo do mouse.
– Ao finalizar o experimento perceba as etapas foram realizadas na ordem correta
ficando na cor verde.
Checklist
Principais etapas para a completude da atividade prática:
– Reflexão sobre a importância da lavagem das mãos nos serviços de saúde.
– Pesquisa da técnica correta da lavagem das mãos de acordo com o Ministério da
Saúde.
– Preparo do etanol 70%.
– Lavagem correta das mãos.
PROCEDIMENTOS PRÁTICOS
Atividade proposta 2
Preparo da coloração de Gram.
Procedimentos para a realização da atividade
1) Neste procedimento você irá preparar o esfregaço de amostras bacterianas.
2) Você utilizará o laboratório virtual ALGETEC:
3) Clique em: Microbiologia e Imunologia.
4) Clique em: Preparo de Esfregaço e Coloração de Gram;
Materiais necessários:
• Microscópio óptico;
• Bico de Bunsen;
• Lâmina de microscopia;
• Alça de platina bacteriológica;
• Óleo de imersão;
• Kit de coloração de Gram;
• Placa de ágar sangue de carneiro;
• Soro fisiológico 0,9%.
6) Preparo do esfregaço para a Coloração de Gram.
✓ SEGURANÇA DO EXPERIMENTO:
– Coloque os equipamentos de proteção individual localizados no “Armário de EPIs”.
– Selecione a câmera “Armário de EPIs” clicando com o botão esquerdo do mouse sobre
o menu lateral esquerdo.
– Abra as portas do armário clicando com o botão esquerdo do mouse sobre elas.
– Selecione os EPIs necessários ao experimento clicando com o botão esquerdo do
mouse sobre eles. Nesse experimento serão necessários jaleco, luvas de látex, óculos
e máscara.
✓ CONFECÇÃO DO ESFREGAÇO BACTERIANO
– Acesse a câmera “Bico de Bunsen” e abra a válvula de gás clicando com o botão
esquerdo do mouse sobre ela.
– Ajuste a chama do bico de Bunsen clicando com o botão esquerdo do mouse sobre o
equipamento e regule a barra de controle.
– Acenda a chama do bico de Bunsen clicando com o botão esquerdo do mouse no
acendedor.
– Acesse a câmera “lâminas” e coloque uma gota de soro fisiológico na lâmina do
esfregaço clicando com o botão direito do mouse sobre o recipiente contendo a solução.
– Escolha a lâmina onde a gota será depositada clicando com o botão esquerdo do
mouse na opção “Lâmina 1”.
– Esterilize a alça bacteriológica clicando com o botão direito do mouse sobre ela e
selecionando a opção “Esterilizar”.
– Coloque a amostra na lâmina e realize o esfregaço clicando na alça com o botão direito
do mouse e selecionando a opção “Colocar amostra na lâmina 1”
– Esterilize a alça após o uso.
– Realize a fixação do esfregaço na chama do bico de Bunsen clicando sobre a lâmina
com o botão direito do mouse e selecione a opção “Colocar no bico de Bunsen”.
7) Coloração de Gram
1. Transfira a lâmina com o material fixado para o suporte de coloração clicando na
lâmina com o botão direito e selecionando a opção “Colocar no suporte”.
2. Acesse a câmera “Pia e soluções” e coloque o corante violeta genciana sobre a
lâmina clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a pisseta contendo o corante.
3. Aplique o corante clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a pisseta
anteriormente posicionada sobre a lâmina.
4. Deixe o corante agir por 1 (um) minuto. O cronômetro pode ser acelerado clicando
com o botão esquerdo do mouse na barra “Escala de tempo” e movimentando o
indicador de velocidade para direita.
5. Lave a lâmina com um fio de água clicando na lâmina com o botão direito do mouse
e selecionando a opção “lavar em água corrente.
6. Coloque o corante Lugol sobre a lâmina clicando com o botão esquerdo do mouse
sobre a pisseta contendo o corante.
7. Aplique o corante clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a pisseta
anteriormente posicionada sobre a lâmina. Deixe agir por 1 minuto e lave a lâmina.
8. Coloque o álcool acetona sobre a lâmina clicando com o botão esquerdo do mouse
sobre a pisseta contendo o corante.
9. Aplique o álcool clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a pisseta
anteriormente posicionada sobre a lâmina. Deixe agir por 20 segundos e lave a lâmina.
10. Coloque a fucsina sobre a lâmina clicando com o botão esquerdo do mouse sobre
a pisseta contendo o corante.
11. Aplique a fucsina clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a pisseta
anteriormente posicionada sobre a lâmina. Deixe agir por 20 segundos e lave a lâmina.
✓ VISUALIZANDO A LÂMINA
1. Retire a lâmina do suporte e coloque-a na bancada clicado com o botão direito do
mouse sobre ela e selecionando a opção “Colocar na mesa”.
2. Acesse a câmera “lâminas” e mova a lâmina para o microscópio clicando com o
botão direito do mouse e selecione a opção “colocar no microscópio”.
3. Acesse a câmera “microscópio” e ligue o equipamento clicando com o botão
esquerdo do mouse sobre o interruptor.
4. Coloque uma gota do óleo de imersão sobre a lâmina clicando com o botão
esquerdo do mouse sobre o recipiente.
5. Movimente as lentes objetivas pressionando o botão esquerdo do mouse sobre o
revólver e arrastando-o para direita ou para esquerda. Utilize a objetiva de 100x para
visualizar a amostra.
Visualize a lâmina clicando com o botão esquerdo do mouse em “ver ocular”. Realize
os ajustes no charriot e nos botões macro/micrométrico para focalizar a imagem.
ATENÇÃO: Repita todo processo com as outras lâminas para confirmação do
resultado.
Checklist
Principais etapas para a completude da atividade prática:
– Pesquisa da técnica da Coloração de Gram.
– Observar as diferenças entre as bactérias Gram-positivas e Gram-negativas, a forma
e o arranjo das células bacterianas.
– Compreender a importância da coloração de Gram para a classificação morfotintorial
das bactérias permitindo assim que muitas bactérias associadas a infecções são
prontamente observadas e caracterizadas permitindo ao clínico monitorar a infecção
até que os dados da cultura estejam disponíveis.
PROCEDIMENTOS PRÁTICOS
Atividade proposta 3
Microscopia de fungos filamentosos e leveduriformes.
Procedimentos para a realização da atividade
1) Neste procedimento você verá as principais morfologia dos fungos. Adicionalmente,
desenvolverá a habilidade de identificação macroscópica e microscópica dos
prováveis agentes etiológicos das micoses.
2) Você utilizará o laboratório virtual ALGETEC:
3) Clique em: Microbiologia e Imunologia.
4) Clique em: Microscopia de fungos filamentosos (bolores) e fungos
leveduriformes;
Materiais necessários:
• Microscópio óptico;
• Bico de Bunsen;
• Placa de Petri;
• Cultura com fungo filamentoso;
• Cultura com fungo leveduriforme;
• Lâminas;
• Lamínulas;
• Acendedor;
• Alça em “L”;
• KOH;
• Lactofenol;
• Óleo de Imersão.
✓ SEGURANÇA DO EXPERIMENTO:
– Coloque os equipamentos de proteção individual localizados no “Armário de EPIs”.
– Selecione a câmera “Armário de EPIs” clicando com o botão esquerdo do mouse sobre
o menu lateral esquerdo.
– Abra as portas do armário clicando com o botão esquerdo do mouse sobre elas.
– Selecione os EPIs necessários ao experimento clicando com o botão esquerdo do
mouse sobre eles. Nesse experimento serão necessários jaleco, luvas de látex, óculos
e máscara.
✓ ACENDENDO O BICO DE BUNSEN
– Acesse a câmera “Bico de Bunsen” e abra a válvula de gás clicando com o botão
esquerdo do mouse sobre ela.
– Ajuste a chama do bico de Bunsen clicando com o botão esquerdo do mouse sobre o
equipamento e regule a barra de controle.
– Acenda a chama do bico de Bunsen clicando com o botão esquerdo do mouse no
acendedor.
✓ ANALISANDO O FUNGO FILAMENTOSO
– Escolha uma dentre as duas substâncias (KOH e lactofenol) que estão disponíveis na
bancada. Coloque uma gota dessa substância na lâmina. Esterilize a alça metálica no
bico de Bunsen e, em seguida, colete uma pequena porção da cultura do fungo
filamentoso e deposite na lâmina. Depois disso, coloque a lamínula em cima da lâmina
e leve para o microscópio.
– Mude a visualização para “Geral” (Alt+1). Em seguida, escolha uma das soluções
disponíveis (Lactofenol ou KOH) e pingue uma gota na lâmina. Clique com o botão direito
do mouse sobre o conta-gotas escolhido e selecione uma lâmina.
– Esterilize a alça em “L”. Clique na alça com o botão direito do mouse e selecione a
opção “Esterilizar”.
– Colete o fungo filamentoso e deposite-o na lâmina que contém a solução adicionada
no passo anterior. Para isso, clique com o botão direito do mouse sobre a alça em L e
selecione a opção “Colocar amostra de fungo filamentoso”.
– Em seguida, selecione a lâmina que deseja depositar a amostra. Clique com o botão
esquerdo do mouse sobre a opção escolhida.
– Coloque a lamínula em cima da amostra que está na lâmina. Dessa forma, clique com
o botão direito do mouse sobre a lâmina e selecione a opção “Colocar lamínula”.
– Leve a lâmina para o microscópio. Clique com o botão direito do mouse sobre a lâmina
e selecione a opção “Colocar no microscópio”.
– Mude a visualização para “Microscópio” no menu de visualização ou acionando “Alt+4”
Em seguida, ligue a luz do microscópio. Clique com o botão esquerdo do mouse sobre
o interruptor.
– Passe o cursor do mouse sobre o microscópio para identificar as áreas de
movimentação. Atente-se a instrução que, para movimentação, deve-se clicar com o
botão esquerdo do mouse sobre a área desejada e movimentar o cursor do mouse para
direita ou esquerda.
– Para visualizar a amostra na lâmina, ative a visão da ocular. Clique com o botão
esquerdo do mouse no símbolo da ocular.
– Gire o canhão do microscópio para a direita, até chegar a 40x. Se necessário, efetua
as configurações de posicionamento dos parafusos, condensador e diafragma, para
auxiliar a visualização do ocular. Lembre-se que, para movimentação, deve-se clicar com
o botão esquerdo do mouse sobre a área desejada e movimentar o cursor do mouse
para direita ou esquerda. Por fim, retire a lâmina do microscópio, clicando na lâmina com
o botão esquerdo do mouse.
✓ ANALISANDO O FUNGO LEVEDURIFORME
– Agora, escolha uma substância diferente a que escolhida anteriormente (KOH ou
lactofenol), dentre as que estão disponíveis na bancada. Coloque uma gota dessa
substância na lâmina. Esterilize a alça metálica no bico de Bunsen e, em seguida, colete
uma pequena porção da cultura do fungo leveduriforme e deposite na lâmina. Depois
disso, coloque a lamínula em cima da lâmina e leve para o microscópio.
Checklist
Principais etapas para a completude da atividade prática:
– Pesquisa das diferenças estruturais dos fungos filamentosos e leveduriformes.
– Compreender a importância das práticas de laboratório no reconhecimento dos
fungos, especialmente aqueles de importância médica pelo seu potencial prejuízo à
saúde do homem.
PROCEDIMENTOS PRÁTICOS
Atividade proposta 4
Antibiograma.
Procedimentos para a realização da atividade
1) Neste procedimento você realizará um teste antibiograma pelo método de discodifusão.
2) Você utilizará o laboratório virtual ALGETEC:
3) Clique em: Microbiologia e Imunologia.
4) Clique em: Antibiograma;
Materiais necessários:
• Materiais utilizados:
• Jaleco;
• Luvas de procedimento;
• Máscara;
• Óculos;
• Caneta permanente;
• Swab;
• Estufa bacteriológica;
• Alça bacteriológica;
• Pinça metálica;
• Tubo de ensaio com solução salina;
• Escala de McFarland 0,5;
• Suporte para tubo de ensaio;
• Ágar Manitol;
• Ágar MacConkey;
• Placa meio Mueller Hinton;
• Bico de Bunsen;
• Multidisco Gram Positivo;
• Multidisco Gram Negativo;
• Acendedor mecânico.
✓ SEGURANÇA DO EXPERIMENTO:
– Lave as mãos na pia e:
– Coloque os equipamentos de proteção individual localizados no “Armário de EPIs”.
– Selecione a câmera “Armário de EPIs” clicando com o botão esquerdo do mouse sobre
o menu lateral esquerdo.
– Abra as portas do armário clicando com o botão esquerdo do mouse sobre elas.
– Selecione os EPIs necessários ao experimento clicando com o botão esquerdo do
mouse sobre eles. Nesse experimento serão necessários jaleco, luvas de látex, óculos
e máscara.
✓ PREPARANDO A SUSPENSÃO
– Identifique as placas de ágar Mueller Hinton com caneta permanente.
– Acenda o bico de Bunsen e flambe a alça bacteriológica. Posicione a placa de ágar
Manitol próximo a chama do bico de Bunsen, destampe a placa e colete a amostra com
a alça. Tampe a placa de coloque-a de volta na bancada. Mova o tubo de ensaio (1) com
solução salina para o bico de Bunsen, retire a tampa e inocule a bactéria. Após finalizar
a inoculação, flambe a alça, tampe o tubo, mova-o para o suporte e compare a turvação
com a escala de McFarland 0,5. Repita esse processo inoculando a amostra da placa de
ágar MacConkey no tubo de ensaio (2).
– Visualize a bancada clicando com o botão esquerdo do mouse na câmera com o nome
“Experimento” ou através do atalho do teclado “Alt+3”.
– Identifique as placas de ágar Mueller Hinton clicando com o botão esquerdo do mouse
sobre a caneta marcadora.
– Visualize o bico de Bunsen clicando com o botão esquerdo do mouse na câmera “Bico
de Bunsen” ou utilizando o atalho do teclado “Alt+5”.
– Ligue o gás do bico de Bunsen clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a
válvula.
– Ajuste a chama do bico de Bunsen clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ele
e movimentando a barra de ajuste para direito ou para esquerda.
– Acenda o bico de Bunsen clicando com o botão esquerdo do mouse sobre o acendedor
mecânico.
– Flambe a alça bacteriológica clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ela.
– Visualize a bancada e mova a placa de ágar manitol para o bico de Bunsen clicando
com o botão direito do mouse sobre ela e selecionando a opção “Colocar em bico de
Bunsen”.
– Destampe a placa de ágar manitol clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ela.
– Colete a amostra da placa de Petri clicando com o botão direito do mouse sobre a alça
bacteriológica e selecionando a opção “Coletar amostra da placa”.
– Tampe a placa de Petri clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ela.
– Mova a placa para bancada clicando com o botão direito do mouse sobre ela e
selecionando a opção “Colocar na bancada”.
– Mova o tubo de ensaio para o bico de Bunsen clicando com o botão direito do mouse
sobre ele e selecionando a opção “Colocar no bico de Bunsen”.
– Retire a tampa do tubo de ensaio clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ele.
– Inocule a amostra no tubo de ensaio clicando com o botão direito do mouse sobre a
alça bacteriológica e selecionando a opção “Inocular em tubo de ensaio”.
– Flambe a alça bacteriológica clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a alça.
– Tampe o tubo de ensaio clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a vidraria.
– Mova o tubo de ensaio para o suporte clicando com o botão direito do mouse sobre o
tubo e selecionando a opção “Colocar no suporte”.
– Visualize a bancada e mova a placa de ágar MacConkey para o bico de Bunsen
clicando com o botão direito do mouse sobre ela e selecionando a opção “Colocar no
bico de Bunsen”.
– Destampe a placa de ágar MacConkey clicando com o botão esquerdo do mouse sobre
ela.
– Colete a amostra da placa de Petri clicando com o botão direito do mouse sobre a alça
bacteriológica e selecionando a opção “Coletar amostra da placa”.
– Tampe a placa de Petri clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ela.
– Mova a placa para bancada clicando com o botão direito do mouse sobre ela e
selecionando a opção “Colocar na bancada”.
– Mova o tubo de ensaio para o bico de Bunsen clicando com o botão direito do mouse
sobre ele e selecionando a opção “Colocar no bico de Bunsen”.
– Retire a tampa do tubo de ensaio clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ele.
– Inocule a amostra no tubo de ensaio clicando com o botão direito do mouse sobre a
alça bacteriológica e selecionando a opção “Inocular em tubo de ensaio”.
– Flambe a alça bacteriológica clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a alça.
– Tampe o tubo de ensaio clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a vidraria.
– Tampe o tubo de ensaio clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a vidraria.
– Visualize a bancada e coloque a alça bacteriológica na bancada clicando com o botão
direito do mouse sobre ela e selecionando a opção “Colocar na bancada”.
✓ SEMEANDO A AMOSTRA
– Inocule o swab no tubo de ensaio 1 clicando com o botão esquerdo do mouse sobre o
swab.
– Visualize a bancada e mova a placa de ágar Mueller Hinton para o bico de Bunsen
clicando com o botão direito do mouse sobre a placa e selecionando a opção “Colocar
no bico de Bunsen”.
– Destampe a placa clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ela.
– Semeei a amostra na placa clicando com o botão direito do mouse sobre o swab e
selecionando a opção “Semear na placa”.
– Descarte o swab clicando com o botão direito do mouse sobre ele e selecionando a
opção “Descartar”.
– Tampe a placa de Petri clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ela.
– Coloque a placa na bancada clicando com o botão direito do mouse sobre ela e
selecionando a opção “Colocar na bancada”.
– Mergulhe o swab no tubo de ensaio 2 clicando com o botão esquerdo do mouse sobre
o swab.
– Visualize a bancada e mova a placa de ágar Mueller Hinton para o bico de Bunsen
clicando com o botão direito do mouse sobre a placa e selecionando a opção “Colocar
no bico de Bunsen”.
– Destampe a placa clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ela.
– Semeei a amostra na placa clicando com o botão direito do mouse sobre o swab e
selecionando a opção “Semear na placa”.
– Descarte o swab clicando com o botão direito do mouse sobre ele e selecionando a
opção “Descartar”.
– Tampe a placa de Petri clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ela.
– Coloque a placa na bancada clicando com o botão direito do mouse sobre ela e
selecionando a opção “Colocar na bancada”.
– Aguarde as placas secarem por 10 minutos.
✓ ADICIONANDO OS ANTIBIÓTICOS
– Flambe a pinça metálica clicando com o botão esquerdo do mouse sobre o objeto.
– Visualize a bancada e mova a placa de ágar Mueller Hinton para o bico de Bunsen
clicando com o botão direito do mouse sobre a placa e selecionando a opção “Colocar
no bico de Bunsen”.
– Destampe a placa de Petri clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ela
– Adicione o multidisco de antibiótico na placa clicando com o botão direito do mouse
sobre a pinça e selecionando a opção “Colocar disco na placa”.
– Flambe a pinça clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ela.
– Tampe a placa de Petri clicando com o botão esquerdo do mouse sobre o objeto.
– Mova a placa de Petri para bancada clicando com o botão direito do mouse sobre ela
e selecionando a opção “Colocar na bancada”.
– Mova a segunda placa de ágar Mueller Hinton para o bico de Bunsen clicando com o
botão direito do mouse sobre ela e selecionando a opção “Colocar em bico de Bunsen”.
– Destampe a placa de Petri clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ela.
– Adicione o multidisco de antibiótico na placa clicando com o botão direito do mouse
sobre a pinça e selecionando a opção “Colocar disco na placa”.
– Flambe a pinça clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ela.
– Tampe a placa de Petri clicando com o botão esquerdo do mouse sobre o objeto.
– Mova a placa de Petri para bancada clicando com o botão direito do mouse sobre ela
e selecionando a opção “Colocar na bancada”.
– Mova a pinça para bancada clicando com o botão direito do mouse sobre ela e
selecionando a opção “Colocar na bancada”.
– Visualize o bico de Bunsen e feche a válvula do gás clicando com o botão esquerdo do
mouse sobre a válvula.
– Visualize a bancada e mova as duas placas de ágar Mueller Hinton para a estufa
clicando com o botão direito do mouse sobre ela e selecionando a opção “Colocar em
estufa”.
– Feche a estufa clicando com o botão esquerdo do mouse sobre ela
– Ligue a estufa clicando com o botão esquerdo do mouse sobre o botão de energia
“power”
– Aguarde por 24 horas até o período de crescimento finalizar.
✓ REALIZANDO A LEITURA
– Abra a estufa e mova as placas de ágar Mueller Hinton para bancada. Ative o menu de
resultados da prática. Utilize a régua para verificar o tamanho do halo de inibição do
antibiótico. Preencha a tabela de resultados com o valor encontrado e informe a
classificação. Realize a leitura completa das duas placas de antibiograma.
– Desligue a estufa clicando com o botão esquerdo do mouse sobre o botão de energia.
– Abra a estufa clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a porta.
– Mova a placa de ágar Mueller Hinton para bancada clicando com o botão direito do
mouse sobre ela e selecionando a opção “Colocar na bancada”. Repita esse passo com
a segunda placa.
– Inicie a leitura do resultado clicando com o botão esquerdo do mouse sobre o ícone
“Resultados placa 1” localizado no canto superior direito da tela.
– Meça o diâmetro do halo de inibição clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a
régua marcando o ponto inicial e o ponto final do halo.
– Preencha a tabela com o valor encontrado clicando com o botão esquerdo do mouse
sobre o espaço correspondente ao antibiótico analisado.
– Classifique a ação do antibiótico clicando com o botão esquerdo do mouse sobre a
célula correspondente da coluna “Classificação (BrCast)” e selecionando uma das
opções disponíveis. Repita esse processo de leitura e classificação com todos os
antibióticos.
– Realize a leitura da segunda placa de antibiograma clicando com o botão esquerdo do
mouse sobre o ícone “Resultados placa 2” localizado no canto superior direito da tela.
5) Após o processo, você deverá postar o material, contendo:
a) Introdução: Apresentação dos objetivos da prática.
b) Desenvolvimento:
• Apresentação do material necessário para o preparo da coloração de
Gram.
• Descrição da técnica de coloração de Gram.
• Apresentação do material necessário para o preparo de esfregaço de
fungos filamentosos (bolores) e fungos leveduriformes.
• Descrição da técnica utilizada para a visualização dos diferentes tipos
de fungos.
• Apresentação do material necessário para o preparo do etanol 70% e
para a lavagem das mãos.
• Descrição da técnica de preparo do etanol 70% e da lavagem das mãos.
• Apresentação do material necessário para a realização do antibiograma.
• Descrição da técnica utilizada para a realização do antibiograma através
do método de Kirby Bauer.
c) Conclusão: Para a finalização do texto, deve ser feita uma retomada do tema
com a síntese de seu posicionamento em relação à discussão proposta.
Checklist
Principais etapas para a completude da atividade prática:
– Pesquisa do método de disco difusão (Método de Kirby Bauer).
– Compreender a técnica de disco de difusão e a importância sobre as práticas de
laboratório no reconhecimento da sensibilidade de um antimicrobiano que possa ser
uma estratégia terapêutica efetiva no tratamento de infecções.
– Debata a dificuldade destes exames laboratoriais serem adequados à identificação de
novos mecanismos de resistência bacteriana, um fenômeno biológico cada vez mais
frequente.
RESULTADO
Entrega de um arquivo word que contemple todas as etapas da atividade prática,
conforme apresentado no checklist